Präanalytik und Probenentnahme
Präanalytische Einflussfaktoren
Unter Präanalytik versteht man all die Bedingungen und Prozesse, die vor der Durchführung der eigentlichen Labortests von Bedeutung sind. Diese Prozesse beginnen bereits mit der Entscheidung, eine Laboruntersuchung zu veranlassen, der Vorbereitung des Patienten bezüglich Diät oder Medikation bis zum Erkennen möglicher Einfluss- und Störgrößen, z. B. einer Schwangerschaft oder genetischer Auffälligkeiten wie eines Peroxidasemangels, und deren Mitteilung an das Labor. Bei Beachtung dieser Faktoren vor der eigentlichen Analyse können solche Fehlermöglichkeiten und unnötige Kontrollen vermieden werden. Präanalytische Fehler sind häufigste Ursache für implausible Laborwerte. Häufig liegen diese in der Verantwortung des Einsenders, aber auch in der des Patienten oder des untersuchenden Labors, das seine Einsender nicht ausreichend informiert.
Laborergebnisse können durch verschiedene Faktoren beeinflusst werden:
Schon die Änderung der Körperlage vom Stehen ins Liegen führt zu einer Verdünnung durch Verlagerung von Körperwasser und damit zu einer Verminderung korpuskulärer und makromolekulärer Bestandteile. Der Abnahmezeitpunkt ist insbesondere wichtig bei Parametern, die physiologischen Rhythmen unterliegen (z. B. Cortisol, Wachstumshormon) sowie bei Medikamenten (Peak- bzw. Talspiegel), wo der Abnahmezeitpunkt unbedingt angegeben werden muss. Bei Bestimmung von Medikamentenspiegeln sollten die Messungen im Talspiegel vorgenommen werden, d.h. vor der nächsten Einnahme.
- Geschlechts- und altersspezifische Normwerte müssen bei der Festlegung der Normbereiche berücksichtigt werden. Natürlicherweise haben Frauen und Männern unterschiedliche Konzent-rationen der Geschlechtshormone (Östradiol, Testosteron etc.), jedoch finden sich geschlechts-spezifische Unterschiede auch bei zahlreichen anderen Analyten.
Auf Grund der unterschiedlichen Muskelmasse liegen die Normbereiche der Kreatinkinase (CK) und des Kreatinins bei Männern höher als bei Frauen. Wegen der höheren Erythrozytenzahlen sind auch die Hämoglobin-Konzentrationen bei Männern höher als bei Frauen. - Patienten mit der Blutgruppe Lewis (a/b) negativ können den Tumormarker CA 19-9 nicht bilden.
- Personen mit Blutgruppe 0 besitzen eine verminderte Aktivität des von Willebrand-Faktors als solche mit anderen Blutgruppen. Aktivitäten von nur 35% der Norm (70-130%) können bei diesen Personen noch als normal gelten.
- Genetische Hämoglobinsynthesestörungen können bei heterozygoten Patienten (z. B. Thalas-sämien) mit lebenslang verminderten Erythrozytenindizes (MCV, MCH) vergesellschaftet sein. Der für die Langzeiteinstellung eines Diabeteserkrankten verwendete HbA1c-Wert ist fälschlich vermindert und muss durch die Bestimmung von Fruktosamin ersetzt werden.
- Chinesen oder Japaner haben eine verminderte Aktivität der Alkoholdehydrogenase und damit eine geringere Alkoholtoleranz.
Alterseinflüsse sind bei zahlreichen Parametern relevant. Dazu gehören erhöhte Hämoglobin- und Bilirubin- Konzentrationen bei Neugeborenen, die Veränderung der Immunglobuline im Säuglings- und Kleinkindalter, eine vermehrte Aktivität der alkalischen Phosphatase (AP) in der Wachstumsphase sowie die Veränderungen der Geschlechtshormone zwischen Pubertät und Senectus. In der Schwangerschaft nimmt das Plasmavolumen um etwa die Hälfte zu. Die Folge ist ein Abfall der Erythrozytenwerte, des Hämoglobins und der Proteine.
Prinzipiell sollte die Entnahme von Nüchternblut morgens angestrebt werden. Normbereiche gelten in der Regel für den Nüchternzustand morgens. Die Blutentnahme erfolgt morgens in der Praxis am sitzenden, nüchternen Patienten (ungesüßter Tee und trockenes Brot ist gestattet), möglichst immer unter gleichen Bedingungen. Fettreiche Mahlzeiten erhöhen die Konzentrationen von Triglyceriden, alkalischer Phosphatase (AP), Lactatdehydrogenase (LDH) und freien Fett-säuren. Bei proteinarmen Diäten sind insbesondere die Albumin- und Harnstoffkonzentrationen vermindert, das Wachstumshormon (STH) kann erhöht sein.
Chronischer Alkoholmissbrauch kann zu Erhöhungen der Enzyme GGT, GPT/ALT und GOT/AST, sowie einem erhöhten MCV (Erythrozytenvolumen) und CDT (Carbohydrate Deficient Transferrin) führen. Bei starken Rauchern kann das C-reaktive Protein (CRP) und das Carcinoembryonale Antigen (CEA) auf den doppelten Wert ansteigen.
Erhöhte Leukozytenzahlen oder erhöhte Werte bei der Bestimmung der Katecholamine im Plasma können durch Stress bedingt sein. Körperliche Belastung führt, besonders bei untrainierten Personen, zu einer aktivitätsbedingten Schädigung der Muskelzellen, die zum Anstieg von Muskelenzymen wie Kreatinkinase (CK), Transaminasen (GOT/AST) und LDH führen kann.
- Langes Stauen führt zu einer Konzentrierung von höhermolekularen Substanzen (Zellen, Proteine, Enzyme, Lipide), die Gerinnung kann aktiviert und eine Hämolyse induziert werden.
- Die direkte Abnahme aus einem Heparinperfusor ist gerade bei Gerinnungstests zu vermeiden. Ist eine Abnahme aus einem Zugang nicht zu umgehen, so ist darauf zu achten, das zu untersuchende Blut nicht mit dem applizierten Medikament zu vermischen. Manche Substanzen binden reversibel an Plastikmaterialien (z. B. Tacrolimus) mit dem Ergebnis falsch hoher Werte.
- Bei der Abnahme des Alkoholspiegels kann eine Desinfektion mit Alkohol das Ergebnis beeinflussen
- Die Nichteinhaltung von Mischungsverhältnissen (Citratblut) führt insbesondere bei Gerinnungsanalysen und Blutsenkung zu Fehlern. Ungenügend gefüllte Gerinnungsöhrchen (< 85 %) dürfen daher nicht bearbeitet werden.
- Ein ähnlicher Effekt kann sich bei Hämatokritwerten über 60 % ergeben. Der dann deutlich erhöhte Citratanteil erreicht eine kritische Grenze, wodurch alle Gerinnungszeiten fälschlich verlängert werden.
- Durch sehr dünne Kanülen bei der Venenpunktion oder zu schnelle Aspiration des Blutes kann es zu Hämolyse und damit zur Verfälschung von Parametern mit hohen intraerythrozytären Konzentrationen kommen.
- Kapillarblut, durch Punktion der Fingerbeere oder des Ohrläppchens gewonnen, kann bei Bestimmungen des SäureBasen-Haushaltes sowie von Glukose, Lactat, HbA1c und Hb-Bestimmungen verwendet werden. Eine vollständige, luftblasenfreie Füllung sowie Durchmischung der Kapillare ist zu beachten. Hämodilution durch Gewebswasser und eine erhöhte Hämolysegefahr können die Ergebnisse verfälschen.
Fehlende oder unzureichende Kühlung des Analysenmaterials bei bestimmten Parametern oder fälschliche Kühlung für Anforderungen, bei denen Kühlung nicht notwendig ist, sowie das Einfrieren von Vollblutproben können zu falschen Ergebnissen führen.
Hämolytische, lipämische oder ikterische Proben müssen auf dem Befund gekennzeichnet sein, geronnene Proben oder unvollständig gefüllte Röhrchen dürfen bei Gerinnungsuntersuchungen nicht eingesetzt werden.
Probenentnahme
- Die korrekte Identifikation der Probe sowohl auf dem Röhrchen als auch auf dem Probenbegleitschein gewährleistet die korrekte Zuordnung. Der Probenbegleitschein muss lesbar ausgefüllt sein, damit eine eindeutige, verwechslungsfreie Zuordnung von Probe, Patient und Einsender und Zeitpunkt der Probenabnahme gewährleistet ist
- Die in unserem Leistungsverzeichnis angegebenen Probenmengen gelten für Einzelbestimmungen. Sollten mehrere Bestimmungen gleichzeitig gewünscht werden, sind evtl. geringere Volumina ausreichend.
Urin sollte immer frisch sein, möglichst das Material nicht über das Wochenende aufbewahren. Für qualitative bzw. semiquantitative Untersuchungen (Urinsediment, Teststreifen) werden ca. 10 ml Mittelstrahlurin benötigt.
Genaue Sammelanweisungen befinden sich auf dem speziellen Sammelgefäß. Die Sammelzeit beginnt mit der Blasenleerung, optimale Sammelperiode ist morgens bis morgens (z.B. 8:00 - 8:00 Uhr). Für spezielle Untersuchungen (z. B. Katecholamine) müssen dem Sammelurin Konservierungsmittel (z. B. 10 ml 25%ige HCl) vorgelegt werden.
Zusätze (HCI, Eisessig) zunächst in das leere Gefäß vorlegen. Analysen, die nur mit Säurezusatz durchgeführt werden können, sind Katecholamin-, VMS- und 5-HIES- Bestimmungen (Diätvorschriften beachten). Bei Einsendungen des entsprechenden Aliquot (ca. 10 ml, nicht die komplette Sammelmenge) muss dies aus der gut durchgemischten Gesamtmenge genommen werden, die Sammelmenge muss unbedingt auf dem Auftragsschein angeben werden.
Bei Clearance-Untersuchungen werden zudem der Serumwert, das Patientengewicht und die Patientengröße benötigt
Die Abnahme erfolgt in sterile Röhrchen. Auf Grund der raschen Lyse zellulärer Elemente ist ein schneller Transport ins Labor notwendig. Für die Diagnostik einer Schrankenfunktionsstörung muss zusätzlich Serum abgenommen werden.
Auch hier erfolgt die Abnahme grundsätzlich in sterile Röhrchen, aus dem alle klinisch-chemischen Parameter (Untersuchungen sind meist nicht validiert) grundsätzlich durchgeführt werden können. Für Zellzählungen oder Zelldifferenzierungen ist die zusätzliche Abnahme eines EDTA-Röhrchens zu empfehlen.
Für die meisten Stuhluntersuchungen wird eine mindestens bohnengroße Menge (Stuhlröhrchen bis zu ca. einem Drittel (1/3) gefüllt) benötigt, die bis zum Transport kühl zu lagern ist.
Vene im Bereich der oberflächlichen Venen der Ellenbeuge, des Unterarms oder des Handrückens suchen ein Öffnen und Schließen der Hand ist nicht sinnvoll, da es hierdurch zu einem Kaliumanstieg kommen kann. Der Stauschlauch sollte etwa 10 cm über der beabsichtigten Punktionsstelle angelegt werden. Der Puls sollte fühlbar sein und es sollte nicht länger als maximal eine Minute gestaut werden. Nach Festlegung der Entnahmestelle Entstauen und Desinfektion (70% Isopropanol, 70-80% Äthanol) der Entnahmestelle. Erst dann erneut Staubinde anlegen. Schutzhülle der Kanüle entfernen und mit nach oben gerichteter Schliffseite der Kanüle in die Vene stechen. Stichwinkel flach wählen, damit die Vene nicht durchstochen wird.
Beim Vacutainersystem läuft das Blut durch den im Röhrchen befindlichen Unterdruck direkt ins Röhrchen, bei allen anderen Systemen wird dieser Unterdruck durch Zurückziehen des Kolbens erzeugt. Mit Kolben nur so viel Unterdruck erzeugen, dass das Blut frei ausläuft. Sobald erkennbar Blut in das Abnahmeröhrchen fließt, kann wieder entstaut werden.
Nach Füllung aller gewünschten Röhrchen wird ein Tupfer auf die Einstichstelle gelegt. Die Kanüle wird schnell herausgezogen und ein Tupfer fest auf die Einstichstelle gepresst. Nach ca. 5 Minuten kann der Tupfer dann mit Leukoplast fixiert werden.
Reihenfolge der Materialgewinnung bei der Blutentnahme
Vor der Blutentnahme werden die benötigten Röhrchen in eine festgelegte Reihenfolge gestellt. Bei der Entnahme von mehreren Blutproben sollte das Gerinnungsröhrchen nicht das erste sein. Durch die Nadel können sonst zu Beginn geringe Mengen Gewebethromboplastin in das Röhrchen gelangen und die Gerinnung bereits dort in vitro aktivieren. Nativröhrchen sollten immer vor Röhrchen mit Zusätzen verwendet werden. Entnahmereihenfolge für Venenblutentnahme:
1) Blutkulturen
2) Nativblut
3) EDTA/Fluorid/ Citratblut
Bereits geringe Kontaminationen der Proben können bei PCR-Untersuchungen schon zu falsch positiven Untersuchungsergebnissen führen. Daher sollten bei der Blutabnahme grundsätzlich frische Handschuhe getragen werden. Bei Blutabnahmen an mehreren Patienten in Folge werden die Handschuhe jeweils gewechselt.
Detaillierte Hinweise zur Stabilität einzelner Parameter sowie des benötigten Probenmaterials sind in unserem Leistungsverzeichnis beschrieben.
Medikamente sollten in der Regel erst nach der Blutentnahme eingenommen werden, bei Blutalkoholbestimmungen dürfen für die Hautdesinfektion keine alkoholhaltigen Desinfektionsmittel verwendet werden. Für virusserologische Untersuchungen sollten orginalverschlossene Blutentnahmegefäße eingesandt werden (Vermeidung von Kontaminationen). Proben sollten nie dem direkten Sonnenlicht ausgesetzt werden.
Vollblut (natives Blut), bzw. Serum wird in der gesamten Klinischen Chemie (Glukosebestimmung nur bei sehr kurzen Transportzeiten), in der Infektions- und Blutgruppenserologie, der Endokrinologie, der Autoimmunologie, bei Tumormarkern und Medikamentenspiegeln eingesetzt. Serum entsteht nach Gerinnen und Zentrifugieren des durch Venenpunktion gewonnenen Vollblutes. Dabei muss mindestens eine Zeit von ca. 30 Minuten zwischen Abnahme und Zentrifugieren für Koagulation und Retraktion abgewartet werden. Stabile Parameter sind alle Proteine, Immunglobuline und Antikörper. Entsprechendes gilt für solche Ionen, die innerhalb der Erythrozyten und außerhalb im Serum oder Plasma in etwa der gleichen Konzentration vorhanden sind. Ist dies nicht der Fall, reicht eine Trennung von den zellulären Bestandteilen aus, um verlässliche Werte zu ermitteln. Dies kann entweder durch Überführen des Serums in ein Sekundärröhrchen, dem Einsatz eines Antikoagulanzes (Lithium-Heparinat) oder durch die Verwendung eines Gelröhrchens mit zügiger Zentrifugation gelingen.
Vollblut kann durch Zusatz von EDTA, Citrat oder Heparin ungerinnbar gemacht werden. EDTA-Blut, bzw. Plasma (BB-Röhrchen) wird insbesondere bei folgenden Untersuchungen eingesetzt: Blutbild, HbA1c, Hb-Elektrophorese, Erythrozytenenzyme, Erythrozyten-Porphyrine, HLA-, Lymphozytentypisierung, PCR (humangenetisch oder infektologisch), Vitamin B1 und B2, ACTH, Renin, Cyclosporin, Tacrolimus, Sirolimus, Ammoniak, Blei, Met-Hb, CO-Hb.
Bei den CF-Röhrchen (Citrat-Fluorid) wird die Glykolyse durch die CF-Kombination sofort unterbunden. Bei den von uns erhältlichen Röhrchen ist ein ausreichendes Mischen erforderlich. Diese Kombination wird von der Deutschen Diabetes Gesellschaft empfohlen.
Lithium-Heparinplasma kann nach laborinterner Validation bei den meisten klinisch-chemischen Routineuntersuchungen (Ausnahme Elektrophoresen, Vancomycin, Lithium) an Stelle von Serum verwendet werden und kann damit die Stabilität der Probe verbessern sowie die Zeit zwischen Abnahme und Zentrifugieren minimieren.
Um einen in vitro-Abbau des Analyten zu verhindern, wird EDTA-Fluorid-Blut für die Bestimmung von Glukose (bei langen Transportzeiten), Lactat, Pyruvat, Xylose, Galaktose und Fructose verwendet.
Stabilität
Die Stabilität der meisten Enzyme und Hormone wie z.B. Cortisol, LH, FSH oder Östradiol ist hoch. Andere Hormone wie Calcitonin oder ADH u. a. sind jedoch sehr instabil. Sollte sich eine Probenlagerung nicht vermeiden lassen, ist die Probe verschlossen, und sofern nicht anders angegeben, bei Raumtemperatur lichtgeschützt aufzubewahren. Bei einigen Untersuchungen muss Serum oder Plasma bei längerer Transportzeit oder Lagerung vor Transport gefroren eingesendet werden. Abnahmezeit und Ankunft im Fachlabor müssen zusätzlich in der EDV bei * dokumentiert werden, da diese Analyte nur begrenzt haltbar sind. Detaillierte Hinweise zur Stabilität einzelner Parameter sowie des benötigten Probenmaterials sind in unserem Leistungsverzeichnis beschrieben.
Stabile Parameter sind alle Proteine, Immunglobuline und Antikörper. Entsprechendes gilt für solche Ionen, die innerhalb der Erythrozyten und außerhalb im Serum oder Plasma in etwa der gleichen Konzentration vorhanden sind.
Ist dies nicht der Fall, reicht eine Trennung von den zellulären Bestandteilen aus, um verlässliche Werte zu ermitteln. Dies kann entweder durch Überführen des Serums in ein Sekundärröhrchen, dem Einsatz eines Antikoagulanzes (Lithium-Heparinat) oder durch die Verwendung eines Gelröhrchens mit zügiger Zentrifugation gelingen.
Die Stabilität der meisten Enzyme und Hormone wie z.B. Cortisol, LH, FSH oder Östradiol ist hoch. Andere Hormone wie Calcitonin oder ADH u. a. sind jedoch sehr instabil.
Für folgende Parameter muss das Blut schnellstens zentrifugiert und Serum gewonnen werden:
- Kalium
- Phosphat
- GOT
- Glukose (nicht bei EDTA/Fluorid)
- LDH
- Lactat
- Homocystein (Abnahmezeit und Ankunft im Labor müssen zusätzlich dokumentiert werden)
Lichtgeschützt einzusendende Parameter sind:
- Beta-Carotin
- Bilirubin im Fruchtwasser
- Porphyrine
- Pyridinoline
- Vitamin A
- Vitamin E
- Vitamin K
Gewärmtes Vollblut (z. B. in Thermoskanne) wird benötigt für:
- Kryoglobuline
- Kälteagglutinine
Gefroren werden muss Serum oder Plasma bei längerer Transportzeit oder Lagerung vor Transport für folgende Untersuchungen:
|
Probenmaterial |
Parameter |
|---|---|
| ACTH * | EDTA-Plasma |
| ADH | EDTA-Plasma |
| Aldosteron | Urin |
| Ammoniak * | EDTA-Plasma |
| Biotin (Vit. H) | Serum |
| Calcitonin | Serum |
| Dopamin | EDTA-Plasma |
| Gastrin | Serum |
| Glucagon | EDTA-Plasma |
| Histamin | EDTA-Plasma |
| IGF-1 | Serum |
| IGF-BP3 | Serum |
| Katecholamine | EDTA-Plasma |
| Malondialdehyd | EDTA-Plasma |
| Parathormon related Peptide | EDTA-Plasma |
| Serotonin | Serum |
| TNF | Serum |
| VIP | EDTA-Plasma |
| Vitamin A | Serum |
| Vitamin C | Plasma |
| Vitamin E | Serum |
Lagerung
Unsere Praxis verfügt über eine überregionale Transportlogistik, so dass fast alle Proben direkt abgeholt werden können und eine Lagerung nicht notwendig ist. Sollte sich eine Lagerung nicht vermeiden lassen, beachten Sie unsere Empfehlungen für die korrekte Lagerung von Probenmaterialien
|
Probenmaterial |
Korrekte Lagerungsbedingungen |
|---|---|
| Serum/ Gelmonovetten | gekühlt bei 4° C (Kühlschrank) |
| EDTA-Blut (Blutbild, Lymphozytendifferenzierung) | Raumtemperatur |
| EDTA-Blut (PCR,Viruslast) | gekühlt bei 4° C (Kühlschrank) |
| Citrat (Gerinnungsuntersuchungen) | Raumtemperatur (15 - 25 °C) |
| Vollblut | Raumtemperatur (15 - 25 °C) |
| Abstriche | gekühlt bei 4° C (Kühlschrank) |
| Blutkulturen | Raumtemperatur |
| Liquor (mikrobiologische Untersuchungen) | Raumtemperatur (Nativmaterial, Blutkulturflaschen) |
| Liquor | Zellanalytik innerhalb von 2 h (Bei unvermeidbarer Zwischenlagerung gekühlt bei 4°) |
| Urin | gekühlt bei 4°(Kühlschrank) |
| Stuhl | gekühlt bei 4°(Kühlschrank) |
Hinweise zur mikrobiologischen Probenentnahme
Gewinnung und Lagerung von Untersuchungsmaterialien für die mikrobiologische Diagnostik
Stand: April 2021
Allgemeine Grundsätze
Der Aussagewert mikrobiologischer Untersuchungen hängt maßgeblich von der Gewinnung des Untersuchungsmaterials, seiner korrekten Lagerung bis zur Verarbeitung im Labor sowie des Transportes ab.
Die Materialgewinnung sollte grundsätzlich vor Beginn einer antibiotischen Therapie oder anderer keimschädigender Maßnahmen erfolgen. Die Materialentnahme sollte möglichst vom Ort der vermuteten Infektion erfolgen. Mehrmalige Entnahmen erhöhen die Wahrscheinlichkeit eines Erregernachweises.
Je größer das Probenvolumen ist, desto größer ist die mikrobiologische Ausbeute.
Die korrekte Identifikation der Probe sowohl auf dem Probengefäß als auch auf dem Probenbegleitschein gewährleistet die korrekte Zuordnung. Zusätzlich erfolgt die genaue Angabe und Bezeichnung des Untersuchungsmaterials (Materialart, z.B. „Abstrich“; Entnahmeort, z.B. „Abszess rechter Oberschenkel“). Die Untersuchungsmethodik des Labors richtet sich nach diesen Angaben (Ansatzschemata und unterschiedliche Verarbeitungstechniken) und führt so zu einer effektiveren Diagnostik und aussagekräftigen Ergebnissen. Bitte verschließen Sie alle Gefäße fest.
Die Angabe der Verdachtsdiagnose hat ebenfalls Auswirkungen auf die Methodik (z.B. „V. a. Brucellose“) und erleichtert die mikrobiologisch-infektiologische Interpretation des Befundes. Die Angabe und Dokumentation des Entnahmedatums sowie der Zeit ist generell erforderlich und ermöglicht so eine Bewertung der Lagerungszeit und somit der diagnostischen Wertigkeit des Untersuchungsmaterials.
Grundsätzlich sollten Materialien für die mikrobiologische Diagnostik auf schnellstem Wege in das Labor gelangen; sofern die Proben gelagert werden müssen, ist auf die empfohlene Temperatur (Raumtemperatur oder auch bei 4°C) zu achten.
Wenn empfindliche Keime erwartet werden (N. gonorrhoeae, H. influenzae u.a.), ist eine Lagerung der Materialien bei RT empfehlenswert.
Eine Lagerungszeit von 24 Stunden sollte im Allgemeinen nicht überschritten werden.
Spezielle Entnahmetechniken und Lagerungshinweise
Flüssige Materialien (z.B. Punktat, Eiter, Sekret) oder auch Gewebe sind Abstrichen grundsätzlich vorzuziehen.
Die Keimausbeute ist aufgrund der präanalytischen Labormethodik (Anreicherung) in der Regel größer als bei anderen Untersuchungsmaterialien. Auf ausreichende Mengen ist bei Punktaten zu achten (ausreichend sind in der Regel 10 ml, bei Eitermaterialien reichen auch kleinere Volumina).
|
Material |
Raumtemperatur |
4°C |
|
Blutkulturen |
+ |
- |
|
Liquor (nativ und in BK-Flaschen) |
+ |
- |
|
Punktate (nativ und in BK-Flaschen) |
+ |
- |
|
Biopsie- und Operationsmaterialien |
+ |
- |
|
Sputum, Tracheal-, Bronchialsekret, BAL |
+ |
+ (T≥2-24h) |
|
Kunststoffmaterialien |
- |
+ |
|
Urine |
- |
+ |
|
Abstriche |
+ |
- |
|
Ejakulat |
+ |
- |
Mikrobiologische Untersuchungsmaterialien
Spezielle Entnahmetechniken
Flüssige Materialien oder auch Gewebe sind Abstrichen grundsätzlich vorzuziehen. Die Keimausbeute ist aufgrund der präanalytischen Labormethodik (Anreicherung) in der Regel größer als bei anderen Untersuchungsmaterialien. Auf ausreichende Mengen ist bei Punktaten zu achten (ausreichend sind in der Regel 10 ml, bei Eitermaterialien reichen auch kleinere Volumina).
Entnahmebesteck
Steril verpackte Tupfer (für große Flächen – blaue Abstrichtupfer, kleine Flächen – orangene Abstrichtupfer),
Röhrchen mit Transportmedium. Das Medium in den Transportröhrchen verhindert die Austrocknung vorhandener Bakterien, es ist kein Nährmedium und unterstützt somit nicht das Wachstum der Bakterien.
Entnahmetechnik
Bei Abstrichen von trockenen Körperarealen empfiehlt sich die vorherige Befeuchtung des Tupfers mit steriler, physiologischer Kochsalzlösung. Die Gewinnung des Untersuchungsmaterials erfolgt durch Abrollen des Watteträgers und Benetzung der gesamten Oberfläche.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll ASAP ins Labor versendet werden.
Spezielle Abstrichbestecke und Transportmedien sind für einige molekularbiologische Untersuchungen (PCR) erforderlich und im Labor anzufordern (z.B. C. trachomatis, N. gonorrhoeae, humane Papillomaviren aus dem urogenitalen Bereich). Flexible (Drahtgestelltupfer) schmale Tupfer für nasopharyngeale Abstriche (Pertussis) oder auch Urethralabstriche.
Hinweise:
- Der molekularbiologische Nachweis von Chlamydia trachomatis und Neisseria gonorrhoeae erfolgt in einer Untersuchung.
- Die HPV Genotypisierung erfolgt für HPV-high/low-risk-Typen.
Entnahmebesteck
Sterile, festverschließbare Probengefäße (unterschiedliche Größen).
Entnahmetechnik
Nach einer entsprechenden Vorbehandlung Überführung der Untersuchungsmaterialien in die dafür vorgesehenen Gefäße. Zur Vermeidung der Austrocknung der Materialien Hinzufügung von physiologischer Kochsalzlösung (bei kleineren Materialien reichen einige Tropfen, bei größeren Materialien bis zu 1 ml physiologischer Kochsalzlösung).
Lagerung
Bis zur Verarbeitung im Labor Lagerung bei Raumtemperatur.
Hinweis:
- Bei Verdacht auf Periprothetische Infektionen: Mind. 5 Gewebematerialien für die kulturelle Anzucht!
Entnahmezeitpunkt
Bei septischen Patienten ist es empfehlenswert, die Blutkulturen vor oder möglichst früh im Fieberanstieg zu entnehmen (und vor Beginn der antibiotischen Therapie). Die Entnahme von 3 Blutkultursets (96-98% Nachweis von pathogenen Erregern) aus unterschiedlichen Entnahmestellen erhöht die Sensitivität der Blutkulturdiagnostik und erleichtert die Interpretation der Relevanz eines nachgewiesenen Erregers.
Bei akuter bzw. subakuter infektiöser Endokarditis sollten 3-5 Blutkultursets vor Therapiebeginn aus verschiedenen Entnahmestellen abgenommen werden.
Punktionstechnik
Nach Desinfektion der Punktionsstelle (mindestens 30-Sekunden-Einwirkung des Desinfektionsmittels) Haut trocknen lassen oder mit sterilem Tupfer abwischen. Die Punktionsstelle sollte danach nicht mehr berührt werden. Blut unter aseptischen Bedingungen vom Patienten entnehmen (z. B. steriles Überleitungsschlauchsystem, Spritze etc.). In der Regel wird eine periphere Vene punktiert. Eine Entnahme aus einem liegenden Katheter soll auf Grund der Kontaminationsgefahr nicht erfolgen.
Inokulation der Blutkulturflasche
Die Kappen der Blutkulturflaschen entfernen und das Durchstichseptum mit alkoholischen Präparaten desinfizieren. Ein Blutkulturset besteht aus einer aeroben und aus einer anaeroben Blutkulturflasche. Die Blutkulturflaschen mit jeweils 8-10 ml beimpfen. Spezielle Medien (PEDS-Flaschen) für die Pädiatrie können mit 1-3 ml inokuliert werden.
Hinweise: Zuerst ist die aerobe Flasche zu beimpfen, Blutkulturflaschen nicht belüften. In der Blutkulturflasche besteht Unterdruck. Die Entnahmestelle, sowie Entnahmedatum/-zeit müssen auf dem Begleitschein und auf den Flaschen vermerkt werden.
Lagerung/Transport:
Der Transport der beimpften Blutkulturflaschen ins Labor muss so schnell wie möglich erfolgen.
Bis zur Verarbeitung im Labor sollten die Blutkulturflaschen bei Raumtemperatur aufbewahrt werden. Wurden die Blutkulturflaschen extern vorbebrütet, muss dies unbedingt auf dem Begleitschein angegeben werden.
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße ohne Zusätze mit Schraubverschluss (z.B. 10 ml Probenröhrchen, 100 ml Schraubverschlussgefäße).
Entnahmetechnik
Nach gründlicher Händewaschung erfolgt die Reinigung der Glans penis mit Tupfer und reinem Wasser. Auffangen des Untersuchungsmaterials in die dafür vorgesehenen Gefäße.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll so schnell wie möglich ins Labor versendet werden.
Entnahmebesteck
Sterile, festverschließbare Probengefäße (unterschiedliche Größen). Spezialtransportmedium PORTAGERM pylori (PORT-PYL).
Entnahmetechnik
Helicobacter pylori: Bioptate aus Magenantrum und -korpus in Spezialtransportmedium.
Parasitendiagnostik bei speziellen Fragestellungen (z.B. Nachweis von Giardia lamblia, Strongyloides): Bioptate aus Duodenalschleimhaut
Morbus Whipple: Bioptate aus Dünndarm. Nachweis mittels PCR (Fremdversand)
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll schnellstmöglich ins Labor versendet werden.
Entnahmebesteck
Entsprechende sterile, verschließbare Probengefäße (z.B. 100 ml Schraubverschlussgefäße).
Entnahmetechnik
Entfernung des Kunststoffmaterials unter sterilen Bedingungen (steriles Tuch, Desinfektion der Insertionsstelle). Nach Trocknung der Desinfektionsmaterialien wird der Kunststoff entfernt und die Spitze in einer Länge von ungefähr 4-6 cm abgeschnitten und in die sterilen Gefäße verbracht (semiquantitative Keimzahlbestimmung).
Lagerung
Nach Hinzufügung von steriler, physiologischer Kochsalzlösung (1-2 ml) bei 4°C.
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße ohne Zusätze mit Schraubverschluss (z.B. 10 ml Probenröhrchen). PEDS-Blutkulturflaschen.
Entnahmetechnik
Punktion unter sterilen Bedingungen und Nativliquor (1-2 ml) in sterile Probenröhrchen überführen.
Zusätzlich empfehlen wir die parallele Überimpfung von Liquor (1-3 ml) in PEDS-Blutkulturflaschen.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll umgehend ins Labor versendet werden. Untersuchungsmaterialien zur Anreicherung in Blutkulturflaschen sind für längere Transportzeiten geeignet und sollen bei Raumtemperatur gelagert werden. Die Beladung der Blutkulturflaschen in spezielle Inkubatoren im Labor muss innerhalb von 24 h nach Abnahme erfolgen!
Hinweise:
- Parallel zur mikrobiologische Liquordiagnostik sollte eine Blutkulturdiagnostik (siehe dort) erfolgen.
- Aus Nativliquor (mind. 1 ml) kann ein Antigen-Schnelltest erfolgen. Folgende Erreger können detektiert werden: Neisseria meningitidis (Typ A, B, C, Y, W135), Haemophilus influenza Typ b, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus agalactiae, Escherichia coli.
- Eine molekularbiologische Untersuchung aus Nativliquor (idealerweise: separates Probenröhrchen mit 1 ml Nativliquor) umfasst Streptococcus pneumoniae, Listeria monozytogenes und neurotrope Viren.
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße mit Schraubverschluss (z.B. 10 ml Probengefäße, 100 ml Schraubverschlussgefäße, Blutkulturmedium).
Entnahmetechnik
Punktion unter sterilen Bedingungen und dann Überimpfung des Untersuchungsmaterials in die dafür vorgesehenen Gefäße. Bei zu erwartenden niedrigen Keimzahlen kann eine Anreicherung über Verimpfung eines Aliquot in Blutkulturnährmedien (aerobe und anaerobe Flasche) vorteilhaft sein.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll so schnell wie möglich ins Labor versendet werden. Untersuchungsmaterialien zur Anreicherung in Blutkulturflaschen sollen bei Raumtemperatur gelagert werden. Die Beladung der Blutkulturflaschen in spezielle Inkubatoren im Labor muss innerhalb von 24 h nach Abnahme erfolgen!
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße ohne Zusätze mit Schraubverschluss (z.B. 10 ml Probengefäße, 100 ml Schraubverschlussgefäße).
Entnahmetechnik
Vor der Sputumgewinnung Mund gründlich mit Wasser spülen (CAVE: nicht bei Untersuchung auf Mykobakterien, siehe dort). Möglichst geringe Speichelkontamination. Ggf. Probengewinnung durch Inhalation mit 15%-NaCl.
Bronchoskopisch gewonnene Materialien sind für eine mikrobiologische Untersuchung besser geeignet:
Brochoalveoläre Lavage (BAL): 5-10ml
Geschützte Bürste: 1-2ml in Ringerlösung
Lagerung/Transport
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll so schnell wie möglich ins Labor versendet werden (CAVE: bei empfindlichen Erregern, z.B. Pneumokokken). Bei Lagerzeiten 2-24h Lagerung bei 2-8°C.
Hinweise:
- Mykobakteriendiagnostik à siehe Abschnitt Präanalytik Mykobakterien und Tuberkulosediagnostik
- Folgende pneumotrope Erreger werden derzeit mittels PCR in unserem Labor nachgewiesen: Streptococcus pneumoniae, Legionella pneumophila, Chlamydophila pneumoniae, Mycoplasma pneumoniae, Bordetella pertussis, Bordetella parapertussis, Pneumocystits jirovecii, Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, Rhinovirus, Coronaviren, Parechovirus, Metapneumovirus, Adenoviren, Enteroviren, Herpesviren (CMV, HSV 1/2)
- Paragonismus à Paragonimus-Eier können je nach Stadium auch im Sputum nachgewiesen werden. Hierfür kann natives, hochgehustetes Sputum eingesandt werden. Aufgrund der intermittierenden Ausscheidung z. B. drei Proben von drei verschiedenen Tagen einsenden. Ggf. zusätzliche Untersuchung von Stuhl veranlassen.
Für die Untersuchung empfehlen wir eine Serie von mind. 2 Stuhlproben (Positivitätsrate bis zu 98%) bei Erwachsenen und mind. 1 Stuhlprobe bei Kindern (Positivitätsrate bis zu 98%). Bei Verdacht auf intestinale Protozoen oder Wurmerkrankungen ist eine Untersuchung von ≥3 Stuhlproben aufgrund der intermittierenden Ausscheidung sensitiver. Der Abstand zwischen den Stuhlproben sollte 1-3 Tage betragen.
Entnahmebesteck
Sterile und verschließbare Stuhlröhrchen (mit Schraubverschluss; keine Stopfen verwenden)
Die Probe sollte zur eindeutigen Zuordnung stets beschriftet werden (inkl. Name, Vorname, Geburtsdatum), da es im Rahmen der Bearbeitung vorkommen kann, dass die Probe vom Auftragsschein getrennt werden muss.
Bitte beachten Sie, dass keine Umverpackungen direkt mit Stuhl gefüllt werden, da dies eine erhebliche Infektionsgefahr für unsere Mitarbeiter darstellt und das Material verworfen werden muss. Informieren Sie bitte Ihre Patienten diesbezüglich.
Entnahmetechnik
Auffangen des Stuhls mit einem "Stuhlfänger". Für Stuhluntersuchungen sollte das Stuhlröhrchen bis zur Hälfte mit Stuhl von verschiedenen Stellen, bevorzugt aus Bereichen mit Blut- und/oder Schleimhautauflagerungen, befüllt werden.
Lagerung und Transport
Stuhlröhrchen zur Hälfte füllen (Mindestmenge z. B. entsprechend 3 Haselnüssen)
Auf Grund möglicher Keimanreicherung sollten die Materialien bis zum Transport unbedingt bei 4 °C gekühlt werden. Lagerung bei Raumtemperatur nur wenn die Transportzeit ≤2h beträgt.
Hinweise:
- Bei Helicobacter pylori dient der Stuhl-Antigen-Test als Verlaufskontrolle nach Eradikationstherapie (Sensitivität: 88-98%). Lagerung bei Raumtemperatur, optimale Transportzeit 2h, eine Transportzeit <24h ist unbedingt einzuhalten
- Clostridien-Transport sollte zeitnah (idealerweise innerhalb von 2 Stunden nach Abnahme), da bei Raumtemperatur das Toxin zerfällt und eventuell nicht mehr nachweisbar ist.
- Bei Verdacht auf Madenwurminfektion einen durchsichtigen Klebestreifen neben der Analöffnung aufkleben, abziehen und auf einen Objektträger kleben.
- Bei sehr umfangreichen Untersuchungen (z.B. bei Diarrhoen nach Auslandsaufenthalt) sollten 2 Stuhlröhrchen pro Ansatz eingeschickt werden.
Weitere Informationen: Stuhldiagnostik und Parasitologie
Entnahmematerialien
Native Urine (10 ml Urinmonovetten ggf. auch 100 ml Schraubverschlussgefäße) erlauben eine differenziertere mikrobiologische Aussage über Leukozyten und Leitkeime bzw. deren Keimzahlen.
Mittelstrahlurin (10-20 ml), Katheterurin (10-20 ml; Einmalkatheter, Punktionsurin).
Die Entnahme über Dauerkatheter sollte zur Vermeidung von Kontaminationen durch eine bestehende Bakterienkolonisation nur über einen frisch gelegten Dauerkatheter erfolgen!
Entnahmetechnik
Morgenurin ist am aussagekräftigsten. Zur Vermeidung einer Kontamination sind die allgemeinen Richtlinien zur Entnahme von Mittelstrahlurin unbedingt einzuhalten und dem Patienten zu erklären. Nach gründlicher Händewaschung erfolgt beim Mann: die Reinigung der Glans penis mit Tupfer und reinem Wasser; bei der Frau: die Reinigung der Vulva mit feuchtem Tupfer von vorne nach hinten, zweimalige Wiederholung mit jeweils frischem Tupfer, Säuberung des Orifiziumbereichs mit viertem Tupfer. Dann wird die mittlere Harnportion in entsprechenden Gefäßen aufgefangen.
Einmalkatheterurin
Entnahme frühestens 3-5h nach der letzten Miktion. Reinigung wie bei Mittelstrahlurin.
Blasenpunktionsurin
Punktion unter sterilen Bedingungen bei gefüllter Blase. Hoher diagnostischer Aussagewert.
Bei Dauerkatheterträgern erfolgt die Gewinnung des Urins durch Punktion einer sorgfältig desinfizierten Stelle des proximalen Katheterteils, nicht aus dem Auffangbeutel!
Lagerung:
Auf Grund möglicher Keimanreicherung sollten die Materialien bis zum Transport unbedingt bei 4°C gekühlt werden.
Hinweise:
- Schistosomendiagnostik à Schistosoma-haematobium-Eier können mikroskopisch im Urin nachgewiesen werden. Hierfür wird Sammelurin (Gesamturin zwischen 10 und 14 Uhr) benötigt, der zeitnah ins Labor transportiert werden muss. Eier von anderen Schistosomen-Spezies werden aus Stuhl durchgeführt. Die Entscheidung über die Untersuchungsmethode sollte entsprechend der Endemiegebiete entschieden werden.
- Mykobakteriendiagnostik à siehe Abschnitt Präanalytik Mykobakterien und Tuberkulosediagnostik
Mykobakterien und Tuberkulosediagnostik (weiterführende Informationen und Präanalytik):
Weiterführende Literatur
- Miller JM et al. A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2018 Update by the Infectious Diseases Society of America and the American Society for Microbiology. Clin Infect Dis. 2018 Aug 31;67(6):813-816.
- Carroll KC et al. (2019). Manual of Clinical Microbiology 12th Washington DC: ASM Press.
Stand: 04.03.2022
